Студопедия

КАТЕГОРИИ:


Архитектура-(3434)Астрономия-(809)Биология-(7483)Биотехнологии-(1457)Военное дело-(14632)Высокие технологии-(1363)География-(913)Геология-(1438)Государство-(451)Демография-(1065)Дом-(47672)Журналистика и СМИ-(912)Изобретательство-(14524)Иностранные языки-(4268)Информатика-(17799)Искусство-(1338)История-(13644)Компьютеры-(11121)Косметика-(55)Кулинария-(373)Культура-(8427)Лингвистика-(374)Литература-(1642)Маркетинг-(23702)Математика-(16968)Машиностроение-(1700)Медицина-(12668)Менеджмент-(24684)Механика-(15423)Науковедение-(506)Образование-(11852)Охрана труда-(3308)Педагогика-(5571)Полиграфия-(1312)Политика-(7869)Право-(5454)Приборостроение-(1369)Программирование-(2801)Производство-(97182)Промышленность-(8706)Психология-(18388)Религия-(3217)Связь-(10668)Сельское хозяйство-(299)Социология-(6455)Спорт-(42831)Строительство-(4793)Торговля-(5050)Транспорт-(2929)Туризм-(1568)Физика-(3942)Философия-(17015)Финансы-(26596)Химия-(22929)Экология-(12095)Экономика-(9961)Электроника-(8441)Электротехника-(4623)Энергетика-(12629)Юриспруденция-(1492)Ядерная техника-(1748)

Мониторинг анестезии и реанимационные мероприятия




4.1.6.1 Мониторинг анестезии.

Мониторинг анестезии у рептилий проводят, оценивая активность рефлексов, наблюдая за дыханием и сердечной деятельностью, в том числе фиксируя изменения с помощью лабораторных методов и постоянного аппаратного контроля.

Активность рефлексов. Во время наркоза релаксация у рептилий, как и у других животных, развивается от головы в каудальном направлении. В восстановительный период возвращение двигательных функций происходит в обратном порядке. Рефлекс репозиции (переворачивания из спинного положения) теряется на самых ранних стадиях и характеризует поверхностный седативный эффект. При восстановлении это полезный параметр, указывающий, что пациента можно экстубировать. Потеря рефлекса подъема ребер (если надавить пальцем на позвоночник), реакции брюшной стенки (при проведении кончиком пальца по брюшным щиткам), движения хвостом при сжатии ануса (у змей) свидетельствуют об утрате спинальных рефлексов и переходе к хирургическому уровню анестезии. У черепах достаточная степень седации связана с потерей рефлекса втягивания головы. При хирургическом наркозе у черепах и ящериц обычно теряется педальный рефлекс, у крокодилов он может быть подавлен, но обычно полностью не утрачивается даже при глубокой анестезии. Пальпебральный, лингвальный рефлексы и рефлекс сжатия челюстей теряются при переходе ко второй фазе хирургического наркоза. Восстановление этих рефлексов обычно совпадает по времени с возвращением спонтанного дыхания. При хирургическом наркозе у рептилий (кроме змей) должен сохраняться роговичный и пупиллярный рефлекс, а у змей – пассивное втягивание языка при его тракции из влагалища и слабый рефлекс кончика хвоста. Утеря этих рефлексов свидетельствует о слишком глубоком наркозе и требует временного отключения подачи анестетика и переходу к ИВЛ, вначале комнатным воздухом, а затем и кислородом, если это необходимо.

Термометрия. Хотя при общем обследовании рептилий термометрия не применяется, в процессе операции контроль температуры воздуха в помещении и температуры тела пациента может иметь важное значение. В процессе анестезии опасна как гипо- так и гипертермия, способствующая гипоксии тканей. Для большинства рептилий температура в процессе операции должна поддерживаться над нижней границей POTZ – у игуан, например, в пределах 26-32°С. Для других видов ящериц этот диапазон может быть несколько иным, но во всех случаях нижний температурный порог не должен снижаться ниже 24°С. Температуру измеряют в клоаке животных с помощью цифровых термометров с выносным зондом. При этом возможен и постоянный контроль.

Мониторинг сердечной деятельности. У ящериц с каудальным положением сердца (варанов) и у змей сердечный толчок легко пальпируется. У остальных ящериц пульс можно наблюдать на каротидном сплетении (в основании шеи) или в аксиальной (подмышечной) ямке, для чего переднюю конечность необходимо отогнуть краниальнее. Пальпировать пульс или определить время обратного наполнения капилляров у этих животных не удается. Для аускультации сердца применим эзофагальный стетоскоп, хотя с его помощью определяются в основном ЧСС и аритмия, дифференцировать сердечные шумы достаточно сложно. Определение артериального давления у рептилий невозможно ни с помощью осциллометрических изменений, ни с помощью давящей манжеты. Это до сих пор методологически ограничивает исследования в области экспериментальной фармакологии вазоактивных препаратов, диуретиков и т.п. В редких случаях при полостных операциях, когда открыт доступ к брюшной аорте, возможно прямое измерение кровяного давления. Тем не менее, такие данные практически не публикуют из-за больших технических трудностей, возникающих при кететеризации артерий у рептилий (Hernandez-Divers, Schumacher, Hernandez-Divers, 2003). Это же касается измерения центрального венозного давления. Некоторую информацию о состоянии периферического кровообращения можно получить, контролируя цвет слизистых оболочек, хотя для этого обычно приходится освобождать от фиксации интубационную трубку для осмотра слизистой рта – это неудобно делать в процессе операции.

Аппаратный контроль сердечной деятельности проводят с помощью кардиомониторов, УЗИ, ЭКГ, с помощью Доплеровского датчика и пульсоплетизмографии (об этом см в разделах «Сердечно-сосудистая система» и «Специальные методы диагностики»). В большинстве случаев при анестезии отмечается умеренное снижение ЧСС (на 10-15 пунктов), с сатурации кислородом (не ниже 60%) и незначительные отклонения на ЭКГ, которые обычно нормализуются в течение первых 5-30 минут наркоза. Исчезновение видимого пульса на каротидном и аксиальном сплетении, тахикардия или выраженная брадикардия, цианоз слизистых оболочек, западение глазных яблок, прогрессивное снижение SpO2 менее 60% в течение 30 и более минут, выраженные изменения на ЭКГ или изменение амплитуды пульсовой волны на плетизмограмме – все это симптомы нарушений со стороны ССС, требующие быстрой коррекции анестезиологического протокола или же начала реанимационных мероприятий.

Мониторинг дыхания. Наблюдение за частотой, глубиной и ритмом дыхания возможно только у спонтанно дышащей рептилии, отключенной от аппарата ИВЛ. В этом случае легко определяется низкая глубина анестезии, однако у рептилий в состоянии длительного апноэ (что, как мы уже выяснили, может и не быть связано с передозировкой анестетика) требуется дополнительно оценить степень гипоксии или гиперкапнии. В восстановительный период у рептилий нередко можно наблюдать периодический тип дыхания, напоминающий дыхание Чейна-Стокса млекопитающих. Вероятно, этот тип дыхания также связан с периодическим накоплением углекислоты в фазах апноэ и уменьшением Р СО2 в процессе коротких периодов гипервентиляции. Этот процесс плохо изучен, но я думаю, что это зависит от колебания Р СО2, Р О2 и рН крови на уровне пороговых значений, стимулирующих переход от анаэробного гликолиза (длительное апноэ) к внешнему дыханию. В таких случаях необходимо контролировать длительность стадий апноэ – в норме эти периоды должны сокращаться. Однако, в некоторых случаях, особенно при несвоевременном экстубировании или гипотермии, рептилия может впасть в необратимое апноэ с летальным исходом. Особенно часто это состояние встречается у видов, в «нормальной жизни» способных к торпидити. Парадоксальное дыхание у млекопитающих встречается при бронхоспазме, однако у рептилий его сложно дифференцировать. Поэтому лучше назначать бронходилататоры (хотя бы местно) в случае любых нарушений дыхания.

Определить и измерить степень гипоксии и гиперкапнии только клиническими методами очень сложно, поскольку клинические симптомы этих состояний крайне не специфичны даже у млекопитающих. Пульсоксиметрия позволяет определить SpO2 у любых пациентов, даже небольшого размера, если использовать пищеводный или ректальный датчик. Хотя считается, что показания пульсоксиметра характеризуют не абсолютные, а относительные изменения кислородной сатурации артериальной крови рептилий, экспериментальные исследования показывают, что между SpO2 и Р О2, измеренным прямым методом при пункции артерий, существует прямая корреляция (Hernandez-Divers, Schumacher, Hernandez-Divers, 2003). В процессе анестезии SpO2 не должна снижаться менее 60%. Имеет значение и характер снижения – прогрессивное падение сатурации должно происходить только в первые 5-30 минут, и затем сохраняться на стадии плато, даже если ее уровень понижен. Дальнейшее снижение через 60-120 минут анестезии характеризует дыхательную недостаточность. Использование капнометрии не дает таких четких корреляций с парциальным давлением углекислоты (Р СО2) в венозной крови. Обычно Р CO2 составляет у рептилий, по крайней мере, у игуан, порядка 40-60 мм Hg. В начале анестезии оно может снижаться на 10-20 пунктов, но затем либо возвращается к нормальному уровню, либо сохраняется пониженным в течение всей операции. Хотя данных по использованию капнометрии у рептилий опубликовано очень мало, почти во всех таких работах отмечают, что значение Et CO2 плохо отражает гиперкапнию венозной крови, определенную прямым методом. Тем не менее, использование капнометра позволяет оценить относительные изменения содержания углекислоты в выдыхаемом воздухе (даже если они и не соответствуют истинному состоянию гиперкапнии) и является относительно дешевым и неинвазивным методом постоянного контроля за газообменом.

Определение газов крови, в принципе, можно проводить даже «в домашних» условиях на стандартных панелях Heska. Экспериментальное взятие крови из задней полой вены и брюшной аорты в процессе открытой целиотомии показывает достоверные различия в содержании О2 и СО2 в артериальной и венозной крови. Однако, левый интервентрикулярный шунт, особенно выраженный в состоянии наркоза у рептилий, и вызывающий примешивание венозной крови в аортальный поток, может значительно затруднять интерпретацию полученных данных. Даже у неанестезированных рептилий значение рН и содержание НСО3- в крови подвержено значительным межвидовым и даже индивидуальным вариациям. Например, у разных видов ящериц значение рН крови варьирует от 7,16 до 7,50 (Frye, 1991). Для игуан этот показатель в среднем составляет около 7,48 (7,4-7,509), но также подвержен заметным вариациям. Уровень бикарбоната колеблется от 15 ммоль/л у анолиса до 31 ммоль/л у серого варана (Frye, 1991). У зеленых игуан индивидуальные вариации составляют 15,2 – 20,8 ммоль/л, причем эти значения увеличиваются у беременных самок или накормленных животных (Campbell, 1999; Nevarez, et al, 2003). Таким образом, определение рН и газов крови позволяет оценить только относительный характер изменений у индивидуального животного в процессе анестезии. Кровь для анализа берут непосредственно перед анестезией из хвостовой вены и затем при необходимости повторяют серийные исследования в процессе операции. Этот метод более трудоемкий, чем постоянный аппаратный контроль, и поэтому имеет ограниченное распространение.

4.1.6.2 Реанимационные мероприятия.

Реанимационные мероприятия у всех животных с медленным метаболизмом значительно менее эффективны, чем у теплокровных. Однако, даже в практике с рептилиями иногда удается провести успешную реанимацию животным с пролонгированным апноэ и явной остановкой сердца. При этом эффект от экстренных мер у рептилий наступает ощутимо позже, чем у млекопитающих, зато и так называемое «время оживления организма», занимающее у млекопитающих всего 4-6 минут после остановки сердца и дыхания, у рептилий, по-видимому, имеет значительно больший интервал. Ниже мы приводим схему реанимации в случае дыхательной и сердечно-сосудистой недостаточности, основываясь на алгоритме, принятом для млекопитающих, но корректируя дозы препаратов на основании собственного клинического опыта и достаточно скудных литературных данных.

Дыхательная недостаточность может возникать при передозировке наркотических средств, обструкции трахеи, пролонгированном апноэ, отеке гортани и легких, бронхоспазме, пневмотораксе, тракции брыжеек, торпидити и шоке. Действия в этом случае сводятся к следующему:

- необходимо переинтубировать трахею, остановить подачу анестетика и перейти на дыхание чистым кислородом: вначале 3-4 вдоха подряд, затем 4 вдоха в минуту;

- в случае отека легких или гортани ввести 4 мг/кг дексаметазона или 10 мг/кг преднизолона внутривенно;

- при бронхоспазме ввести в трахею несколько капель 24% раствора эуфиллина или 2-4 мг/кг 2,4% раствора эуфиллина внутримышечно;

- при передозировке инъекционного анестетика провести реверсию с помощью налоксона, йохимбина, атипамезола или флумазенила, в зависимости от класса анестетика;

- ввести дыхательный аналептик (доксапрам, 5 мг/кг внутривенно) и повторять введение каждые 10 минут до достижения необходимого эффекта.

Сердечно-сосудистая недостаточность возникает при гиповолемии (геморрагия или предоперационная дегидратация), периферической вазодилатации (вследствие анестезии, анафилаксии или эндотоксемии), депрессии миокарда (общее действие анестетика, электролитный дисбаланс, гипоксия и ишемия, скрытая первичная патология), нарушениях ЧСС и ритма (синусовая брадикардия, атрио-вентрикулярная блокада, преждевременные желудочковые комплексы, желудочковая тахикардия), нарушении венозного возврата (портальная гипертензия при патологии печени, обструкция сосудов вследствие перикардиального выпота, обструкция опухолью крупных вен и т.п.), рефлекторной гипотензии (при манипуляциях на брыжейках). Действия:

- остановить хирургические манипуляции, уменьшить подачу анестетика и перейти на дыхание чистым кислородом;

- при возникновении брадикардии или атриовентрикулярной блокады ввести 0,1-0,4 мг/кг атропина внутримышечно;

- начать введение кристаллоидов (LRS/ 5% глюкоза) со скоростью 10-20 мл/кг/час внутривенно, капельно;

- при возникновении ранних желудочковых комплексов и желудочковой тахикардии у млекопитающих назначают лидокаин и пропанолол внутривенно, однако сведения по использованию этих препаратов для рептилий в литературе отсутствуют, и у нас самих также не было такого опыта. Это же касается применения препаратов группы камфары, инотропных препаратов и вазопрессоров.

Остановка сердца у рептилий может возникать при острой гипотензии, передозировке анестетика, гипотермии, гипоксии, гиперкапнии, гиперкалиемии, респираторном и метаболическом ацидозе. Действия:

- вентиляция чистым кислородом, быстрое внутривенное введение кристаллоидов (до 60 мл/кг/час);

- включить нагревательный прибор (температура поверхности не более 42°С), поместить на него животное, подложив хирургическую простынь, и согреть пациента, используя только подогретые растворы и прикрыв операционную рану;

- ввести адреналин внутрисердечно (1 мл 0,1% раствора развести в 10 мл воды), вводить из расчета 0,2 мл/кг каждые 30 минут (манипуляция легче осуществляется у змей и варанов);

- бикарбонат натрия вводить по 0,5-1 мг/кг внутривенно каждые 30 минут;

- ввести внутривенно атропин в дозе 0,4 мг/кг.

- при электромеханической диссоциации (ЭКГ почти нормальна, но нет механической активности миокарда) ввести глюконат кальция в дозе 100 мг/кг внутривенно;

- сведений о применении дефибрилляторов для рептилий нет.




Поделиться с друзьями:


Дата добавления: 2015-03-29; Просмотров: 788; Нарушение авторских прав?; Мы поможем в написании вашей работы!


Нам важно ваше мнение! Был ли полезен опубликованный материал? Да | Нет



studopedia.su - Студопедия (2013 - 2024) год. Все материалы представленные на сайте исключительно с целью ознакомления читателями и не преследуют коммерческих целей или нарушение авторских прав! Последнее добавление




Генерация страницы за: 0.019 сек.